Revista TECH Carlos Cisneros ISNN 2737-6036, Año 2025, Número V, páginas 10
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EFECTO ANTAGÓNICO IN VITRO DE UNA CEPA NATIVA DE
TRICHODERMA FRENTE AL PATÓGENO SCLEROTIUM
CEPIVORUM
IN VITRO ANTAGONISTIC EFFECT OF A NATIVE STRAIN OF
TRICHODERMA AGAINST THE PATHOGEN SCLEROTIUM
CEPIVORUM
Carlos Vinicio Alencastro Pavón1,
Francisco José Prado Guevara2,
Timoteo Ronaldo Pillajo Rivera3,
Riky Valentino Cuamacas4,
1 Instituto Superior Tecnológico Alfonso Herrera, Ecuador, email: calencastrop@comunidad.uiix.edu.mx
2 Instituto Superior Tecnológico Alfonso Herrera, Ecuador, email: francisjose.pg@istah.edu.ec
3 Instituto Superior Tecnológico Alfonso Herrera, Ecuador, email: timoty233@ istah.edu.ec
4 Instituto Superior Tecnológico Alfonso Herrera, Ecuador, email: rcriky75@ istah.edu.ec
RESUMEN
El hongo Sclerotium cepivorum Berk. es el agente causal de la pudrición blanca de la cebolla (Allium cepa L.),
considerada una de las principales limitantes fitosanitarias del cultivo. El objetivo del presente estudio fue
evaluar in vitro el efecto antagónico de una cepa nativa de Trichoderma frente a S. cepivorum. La cepa de
Trichoderma fue aislada mediante trampas de arroz y mostró un crecimiento rápido en medio PDA, con micelio
denso y algodonoso que cambió de blanco a verde al madurar. Por su parte, S. cepivorum se aisló de bulbos
de cebolla con síntomas de pudrición, observándose micelio blanco algodonoso y esclerocios que
evolucionaron de masas blancas a estructuras oscuras. La evaluación in vitro se realizó mediante
confrontación dual en medio PDA, bajo un diseño completamente al azar con dos tratamientos (control y
confrontación) y cinco repeticiones. Se aplicó una prueba t para muestras independientes (p < 0.0001) que
evidenció una diferencia significativa entre tratamientos. A las 168 horas de incubación, el crecimiento radial
promedio del patógeno en el control fue de 44,9 mm, mientras que en presencia de Trichoderma se redujo a
27,9 mm, con un porcentaje de inhibición radial (PICR) de 37,9%. La interacción correspondió al grado 2; en
la escala de Bell, donde Trichoderma colonizó dos terceras partes del medio y limitó significativamente al
patógeno.
Palabras clave: Trichoderma, Sclerotium cepivorum, Allium cepa, antagonismo in vitro.
ABSTRACT
The fungus Sclerotium cepivorum Berk. is the causal agent of white rot in onions (Allium cepa L.), considered
one of the main phytosanitary limitations of the crop. The objective of this study was to evaluate in vitro the
antagonistic effect of a native Trichoderma strain against S. cepivorum. The Trichoderma strain was isolated
using rice traps and showed rapid growth in PDA medium, with dense, cottony mycelium that changed from
white to green upon maturity. S. cepivorum was isolated from onion bulbs with rot symptoms, observing white,
cottony mycelium and sclerotia that evolved from white masses to dark structures. The in vitro evaluation was
carried out by dual confrontation in PDA medium, under a completely randomized design with two treatments
(control and confrontation) and five replicates. A t-test for independent samples (p < 0.0001) was applied, which
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showed a significant difference between treatments. After 168 hours of incubation, the average radial growth
of the pathogen in the control was 44.9 mm, while in the presence of Trichoderma it was reduced to 28.3 mm,
with a percentage of radial inhibition (PIR) of 37.9%. The interaction corresponded to grade 2 on the Bell scale,
where Trichoderma colonized two-thirds of the medium and significantly limited the pathogen.
Keywords: Trichoderma, Sclerotium cepivorum, Allium cepa, antagonism in vitro
Recibido: Agosto 2025 Aceptado: Diciembre 2025
Received: August 2025 Accepted: December 2025
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1. INTRODUCCIÓN
El cultivo de cebolla (Allium cepa L.) es un rubro
agrícola de gran importancia económica [1]; no
obstante, diversos agentes patógenos comprometen
tanto la productividad como la calidad del producto
final. Entre las enfermedades más devastadoras se
encuentra la pudrición blanca, provocada por el
hongo Sclerotium cepivorum Berk, que puede
producir la muerte de la planta principalmente en la
etapa vegetativa y generar pérdidas económicas
debido a la disminución del rendimiento de los
bulbos. Este fitopatógeno posee la habilidad de
resistir en condiciones edáficas adversas mediante
la producción de estructuras de supervivencia
denominadas esclerocios, las cuales le confieren
capacidad de mantener su patogenicidad y facilitar
su dispersión [2, 3].
En los sistemas agrícolas convencionales se
emplean fungicidas sintéticos para el manejo de
enfermedades fúngicas; sin embargo, la utilización
desmedida de estos compuestos químicos genera
impactos negativos sobre el ecosistema, la
microbiota del suelo e induce la resistencia de
cepas, lo cual aumenta los costos de producción [4,
5]. Por ello, la utilización de microorganismos
benéficos representa una alternativa agroecológica
para disminuir el crecimiento y desarrollo de
fitopatógenos a través de mecanismos como la
competencia por nutrientes y espacio, la generación
de metabolitos antifúngicos y el micoparasitismo [6].
El género Trichoderma es ampliamente empleado
en el sector agrícola para el control biológico frente
a hongos patógenos, estos microrganismos son
habitantes del suelo y rizosfera de las plantas [3, 4,
6], así también estudios previos han demostrado que
varias cepas de Trichoderma spp., incluyendo a T.
harzianum, T. viride, T. hamatum y T. koningii; son
antagonistas de S. cepivorum, ya que actúan
mediante mecanismos de antagonismo [2, 7].
En otros estudios se ha reportado la eficacia de
cepas del género Trichoderma en la inhibición del
crecimiento y desarrollo del micelio, la reducción de
la formación de esclerocios y la disminución de
virulencia de patógenos del suelo en condiciones de
campo e in vitro [8], así también estos
microorgnismos benéficos puede inducir resistencia
sistémica en las plantas y estimular el crecimiento de
la planta y mediante la producción de fitohormonas
y la solubilización de fosfatos, mejorando la
absorción de nutrientes [3, 4, 6, 9]. Por lo tanto, la
identificación y evaluación de cepas nativas de
Trichoderma son una alternativa ecológica frente a
la pudrición blanca en cebolla.
A pesar de los avances y estudios encontrados
sobre Trichoderma y Sclerotium cepivorum, aun
existen escasas evaluaciones con cepas nativas en
las zonas en andinas. Este vacío justifica la
necesidad de evaluar su comportamiento en la zona
norte del Ecuador.
El presente estudio se enfoca en evaluar el efecto
antagónico in vitro de una cepa nativa de
Trichoderma frente a Sclerotium cepivorum, con la
finalidad de proponer estrategias de control biológico
adaptadas a las necesidades de los productores de
la zona.
Por tanto, se ha establecido la siguiente hipótesis: la
cepa nativa de Trichoderma inhibe
significativamente el crecimiento radial de
Sclerotium cepivorum in vitro, reduciendo su
crecimiento y alcanzando un grado ≥ 2 en la escala
de Bell.
2. METODOLOGÍA Y MATERIALES
El presente estudio se realizó en el cantón Espejo,
provincia del Carchi en las instalaciones del Instituto
Superior Tecnológico Alfonso Herrera a 3000 msnm.
La investigación fue de tipo experimental y con un
enfoque cuantitativo, realizado bajo condiciones de
campo y laboratorio, a continuación, se indica el
proceso realizado:
Fase 1. Aislamiento e identificación morfológica
de cepas de Trichoderma
La captura de Trichoderma se realizó utilizando
trampas de arroz, las cuales fueron previamente
esterilizadas y colocadas en el suelo a 15 cm de
profundidad (Fig. 1). Las trampas se mantuvieron en
condiciones ambientales durante 7 días para
favorecer el desarrollo de hongos; luego, los granos
colonizados se llevaron al laboratorio, y se
sembraron en medio Papa Dextrosa Agar (PDA) e
incubaron a 25 °C durante 5 días. Las colonias que
presentaron morfología característica de
Trichoderma fueron subcultivadas para una correcta
purificación (Fig. 2). La identificación se realizó con
base en características macroscópicas y
microscópicas, siguiendo los criterios de [4-5].
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Fig.1: Trampas de arroz colocadas en el suelo.
Fig. 2: Siembra de granos de arroz en PDA.
Fase 2. Aislamiento e identificación morfológica
de cepas de Sclerotium
El aislamiento de Sclerotium cepivorum se realizó a
partir de bulbos de cebolla (Allium cepa) con
síntomas de pudrición blanca (Fig. 3). Los tejidos
infectados se desinfectaron superficialmente
mediante inmersión en hipoclorito de sodio al 1%
durante 3 minutos, seguidos de tres lavados con
agua destilada estéril; luego, se sembraron
fragmentos de tejido en placas con medio Papa
Dextrosa Agar (PDA) y se incubaron a 20 °C durante
7 días (Fig. 3). La identificación del patógeno se
basó en la observación de esclerocios y
características miceliales, siguiendo los criterios
morfológicos descritos por Sammour et al. [10].
Fig. 3: Bulbos de cebolla con síntomas de pudrición
blanca.
Fase 3. Evaluación in vitro de Trichoderma frente
a Sclerotium.
La evaluación del efecto antagónico de la cepa
nativa de Trichoderma frente a Sclerotium cepivorum
se realizó mediante la técnica de enfrentamiento
dual en placas de Petri con medio PDA, siguiendo el
protocolo descrito por [11] (Fig. 4).
Se empleó un diseño completamente al azar (DCA)
con dos tratamientos y cinco repeticiones; un control
con cultivos individuales y una confrontación dual
entre la cepa nativa de Trichoderma sp. y Sclerotium
cepivorum. En cada placa de PDA se inocularon
discos de 5 mm de ambos hongos ubicados en
extremos opuestos, separados por 4 cm. se
comparó el crecimiento radial (mm) de S. cepivorum
entre control y confrontación a las 24, 48, 72, 96, 144
y 168 horas (h).
Fig. 4: Siembra en medio PDA de Sclerotium (A)
frente a Trichoderma.
Las placas se incubaron a 25°C en oscuridad
durante 7 días y crecimiento radial de los
microorganismos se midió a diario, para lo cual se
consideró la distancia desde el centro del inóculo
hasta el borde de la colonia. El efecto antagónico se
cuantificó mediante el porcentaje de inhibición del
crecimiento radial (PICR), calculado con la siguiente
fórmula [12]:
𝑃𝐼𝐶𝑅 = (𝑅1 − 𝑅2)
𝑅1 𝑥 100
donde R1 es el crecimiento radial del patógeno en el
grupo control y R2 es el crecimiento en presencia de
Trichoderma.
Además, se utilizó la clasificación propuesta por Bell
et al. (1982) [13] en donde se categoriza el tipo de
interacción entre los hongos en función del
A
A
B
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5
crecimiento y la formación de zonas de inhibición
(Tabla 1).
Tabla 1. Escala para clasificación del antagonismo
según Bell et al. (1982)
Grado
Capacidad antagónica
1
Trichoderma coloniza el 100% de la
superficie del medio y crece sobre el
fitopatógeno.
2
Trichoderma coloniza dos terceras
partes de la superficie del medio de
cultivo y limita el crecimiento del
fitopatógeno.
3
Trichoderma y el fitopatógeno colonizan
cada uno la mitad de la superficie,
ningún hongo domina.
4
El fitopatógeno coloniza dos terceras
partes de la superficie del medio y limita
el crecimiento de Trichoderma.
5
El fitopatógeno coloniza el 100% de la
superficie del medio y crece sobre
Trichoderma.
Los datos obtenidos fueron analizados en el
software InfoStat. Se verificaron normalidad
(Shapiro–Wilk) y homogeneidad de varianzas
(Levene). Luego se realizó una prueba t de Student
para muestras independientes (α = 0,05).
3. RESULTADOS
Fase 1. Cepas de Trichoderma aisladas
Se aisló la cepa nativa de Trichoderma la cual a los
cinco días mostró un crecimiento rápido en medio
Papa Dextrosa Agar (PDA), formando colonias con
micelio denso, algodonoso y de color blanco siendo
características típicas del género. Estas
propiedades morfológicas reflejan una alta
capacidad de colonización, lo que es fundamental
para su potencial uso como agentes de control
biológico. Así también, se realizó la observación a
40X y se encontraron hifas septadas y conidias
agrupadas en conidióforos [4]; estas estructuras son
estructuras clave para su reproducción y dispersión,
posteriormente, las colonias desarrollaron una
coloración verde característica de Trichoderma, que
indica la madurez y producción de esporas (Fig. 5).
Fig. 5: Colonia de Trichoderma con micelio (A).
Micelio de Trichoderma visto en el microscopio a
40X a los cinco días (B).
Fase 2. Cepas de Sclerotium aisladas
Se aisló Sclerotium cepivorum. de bulbos de cebolla
con pudrición blanca, observándose un micelio
blanco algodonoso y esclerocios que cambiaron de
masas blancas a estructuras endurecidas y oscuras,
luego se realizó la microscopía y se identificaron
hifas septadas y células iniciales, inmaduras y
maduras de esclerocios, siendo características
típicas de la especie. Estos resultados confirman la
presencia del patógeno de acuerdo a lo reportado
por [14], quienes destacan la importancia de los
esclerocios para la supervivencia y diseminación del
hongo en el suelo.
Fig. 6: Crecimiento de micelio de Sclerotium en
medio PDA.
Fig. 7: Micelio visto en el microscopio a 40X
A
B
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Fig. 8: Esclerocios inmaduros (A) y maduros (B) de
Sclerotium cepivorum observados a 40× en medio
PDA.
Fase 3. Evaluación in vitro de Trichoderma frente
a Sclerotium.
Durante el ensayo de antagonismo in vitro se evaluó
el crecimiento radial de Sclerotium sp. frente a
Trichoderma sp durante 168 horas. Los valores del
radio se calcularon a partir de la medición en
milímetros del diámetro de las colonias, y se registró
que el radio de crecimiento de Sclerotium en el
control varió entre 44.5 y 45.5 mm, mientras que en
presencia de Trichoderma se mantuvo dentro de un
rango de 27 a 29,9 mm (Fig. 8). Además, se
determinó que el porcentaje de inhibición del
crecimiento radial (PICR) tuvo un promedio de
37.9% a las 168 horas [12] (Tabla 2).
Tabla 2. Porcentaje de inhibición y crecimiento radial
en milímetros (mm) de Trichoderma (T1) y
Sclerotium sp. vs Trichoderma sp. a las 168 horas.
Repetición
T2
PICR (%)
1
27.0
39.3
2
27.5
39.2
3
28.0
37.5
4
28.0
38.5
5
29.0
35.1
Promedio
27.9
37.9
En la Tabla 3 se observa que el tratamiento 2 redujo
significativamente el radio (p < 0.0001) en
comparación con el control. La diferencia de medias
fue de 17.04 mm, con un intervalo de confianza del
95% entre 16.17 y 17.91 mm. La homogeneidad de
varianzas se cumplió; pHomVar = 0.2658 y el valor t
fue 45.12 con 8 grados de libertad. Por tanto, el
tratamiento 2 tiene un efecto significativo sobre la
variable medida.
Tabla 3. Prueba t para muestras independientes
entre grupo Control (T1) y confrontación Sclerotium
vs Trichoderma (T2), sobre la variable radio (mm).
Parámetro
Valor
Variable
n
Radio (mm)
5
Grupo 1
T1: Control
Grupo 2
T2: Confrontación
Media (1) ± DE
44.94 ± 0,40
Media (2) ± DE
27.90 ± 0,73
Diferencia de medias
17.04
LI (95%)
16.17
LS (95%)
Intervalo de confianza
(95 %)
17.91
16,17 – 17,91
pHomVar
0.2658
t de Student (gl = 8)
prueba bilateral
45.12
p-valor
<0.0001
En la Figura 9 se observa por separado el
crecimiento micelial de Trichoderma (A) y Sclerotium
(B) a las 168 horas. Posteriormente y de acuerdo
con la clasificación propuesta por Bell et al. (1982),
se determinó que la interacción entre los hongos
evaluados correspondió a la clase 2; donde
Trichoderma coloniza dos terceras partes de la
superficie del medio de cultivo, limitando el
crecimiento del fitopatógeno.
Fig. 9: Crecimiento micelial de Sclerotium (A) y
Trichoderma (B) a las 168 horas de incubación (25
°C).
En la Figura 10 se observa la evolución del efecto
antagónico entre los dos microorganismos a las 24,
48, 72, 96, 120, 144 y 168 horas.
A
B
A
B
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7
Fig. 10: Evolución del efecto antagónico entre S.
cepivorum y una cepa nativa de Trichoderma en medio
PDA a 25 °C, registrada a las 0 h (A), 24 h (B), 48 h (C),
72 h (D), 120 h (E), 144 h (F) y 168 h (G).
En la figura 11 se observa la desaceleración del
crecimiento de Sclerotium en presencia de
Trichoderma a partir de las 48 horas, lo que evidencia
la acción inhibitoria del antagonista y uso potencial
como biofungicida.
Fig. 11: Crecimiento radial (mm) de S. cepivorum
con (T2) y sin Trichoderma sp. (T1) a las 168 h.
4. DISCUSIÓN (O ANÁLISIS DE RESULTADOS)
A continuación, se indican el análisis de los
resultados:
a) Aislamiento de Trichoderma
La cepa nativa de Trichoderma mostró un
crecimiento rápido y la formación de colonias fueron
densas y algodonosas en medio PDA, lo que
coincide con lo reportado por [15, 16] donde también
se menciona que el cambio de color blanco a verde
en las colonias observada durante la maduración es
un rasgo distintivo del género, asociado a la
producción de esporas, y ha sido ampliamente
documentado como un indicador de viabilidad y
potencial de colonización en diferentes especies de
Trichoderma.
Por su parte, la presencia de hifas septadas y
conidios agrupados en conidióforos, tal como se
observó en este trabajo, es fundamental para la
identificación y caracterización del género, en
concordancia con [16-18]. Otra característica que
permite caracterizar a Trichoderma es el color de las
colonias que varía del verde oscuro al verde claro,
con conidios de entre 2,69 y 5,10 µm de longitud
[19].
b) Aislamiento de Sclerotium
Los resultados de este estudio en relación con el
aislamiento de Sclerotium sp. coinciden con lo
reportado [20], quienes mencionan que la
observación de esclerocios pequeños, globosos y
oscuros en la madurez es fundamental para la
identificación precisa de Sclerotium spp. Por su
parte, [21-22] indican, la importancia que tienen los
esclerocios como estructuras de reposo y su papel
en la supervivencia del patógeno ante condiciones
adversas.
Así también [23] señalan que, S. sclerotiorum
produce esclerocios negros, esféricos o irregulares
A
B
C
D
E
F
0
10
20
30
40
50
025 50 75 100 125 150 175 200
Crecimiento radial (mm)
Horas de crecimiento
Radio Testigo (mm) Radio Trichoderma (mm)
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de 2,4 a 8,6 mm. Asimismo, el cambio de colonias
blancas y esponjosas a tonos oscuros en medios
como PDA, observada en este trabajo, coincide con
las descripciones de [21-23], complementando de
esta manera la identificación morfológica realizada
en el presente trabajo. Además, la presencia de hifas
septadas y la observación de estructuras como
conexiones de pinza y ascos cilíndricos con
ascosporas ovaladas son típicas del género
Sclerotium [24].
La caracterización morfológica del patógeno
representa el sustento técnico y práctico inicial de la
investigación, ya que de esta manera se evita el
riesgo de confusiones entre otros patógenos y se
asegura que la interacción evaluada corresponde a
S. cepivorum, de acuerdo con los criterios micro y
macroscópicos descritos en [21, 22, 24].
c) Evaluación in vitro de Trichoderma frente a
Sclerotium.
El porcentaje de inhibición del crecimiento radial
(PICR) obtenido en el presente estudio fue de 37.9%
para Trichoderma sp. frente a Sclerotium sp.; este
valor se encuentra por encima de los reportados por
Zúñiga y Ceja (2017), donde obtuvieron un PICR de
22.2% contra S. cepivorum y 17.4% contra S. rolfsii
después de 72 y 48 horas, respectivamente [25]. Sin
embargo, este nivel de inhibición es menor que el
reportado en otros estudios, como el de [26], quienes
observaron inhibiciones del 63.6% para T.
harzianum, y [27], quienes reportaron hasta 77.4%
de inhibición con T. harzianum y 76.5% con T. viride
contra S. rolfsii. Estas diferencias pueden atribuirse
a la especificidad de la cepa utilizada y a las
condiciones experimentales, ya que la eficacia
antagónica de Trichoderma varía
considerablemente entre cepas y ambientes, como
también lo mencionan [28], quienes observaron que
una cepa comercial de T. harzianum fue
parcialmente superada por S. rolfsii, mientras que
otra cepa mostró una inhibición mucho mayor.
En cuanto a la clasificación de la interacción según
la escala de Bell et al. (1982), en este estudio se
determinó una clase 2, lo que indica que
Trichoderma colonizó dos terceras partes del medio
y limitó el crecimiento del fitopatógeno, resultado que
supera lo reportado por [28], quienes clasificaron la
interacción con S. rolfsii como grado 3. En
comparación, con un cepa aislada del suelo de La
Ciénega de Chapala, Michoacán - México, alcanzó
un grado de antagonismo de 1 sobre S. cepivorum y
2 sobre S. rolfsii, mostrando un control aún más
efectivo en el primer caso. Además, se destaca que
T. harzianum redujo significativamente la producción
de esclerocios de S. cepivorum (95%) y S. rolfsii
(78%).
En la prueba t para muestras independientes se
obtuvo un p < 0.0001, lo que evidencia un efecto
altamente significativo de la confrontación sobre el
crecimiento radial de S. cepivorum. Este resultado
confirma la hipótesis planteada y demuestra que la
cepa nativa posee una capacidad inhibitoria. El
patrón de inhibición observado puede atribuirse a
mecanismos combinados de competencia por
espacio y nutrientes, micoparasitismo y producción
de metabolitos antifúngicos, descritos por varios
autores en estudios similares [6, 7, 11].
Los resultados obtenidos confirman el potencial
antagónico de la cepa nativa de Trichoderma para
utilizarla en programas de manejo biológico de la
pudrición blanca de la cebolla, en beneficio de los
productores. La utilización de esta alternativa
biológica podría favorecer el manejo y efectividad
en campo, así también, reduciendo la dependencia
de fungicidas sintéticos. Se recomienda continuar
con investigaciones posteriores utilizando y
validando los resultados obtenidos; mediante
ensayos en invernadero y campo, incorporando
pruebas de antagonismo con otros agentes
biocontroladores [6–9, 22].
5. CONCLUSIÓN
Se aisló una cepa nativa de Trichoderma la cual; en
medio PDA, presentó un crecimiento rápido, micelio
algodonoso y conidios agrupados en conidióforos
.
Se aisló Sclerotium sp. a partir de bulbos de cebolla
con pudrición blanca, en medio PDA presentó
micelio blanco algodonoso y la formación de
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esclerocios que evolucionaron a estructuras oscuras
y endurecidas.
La cepa nativa de Trichoderma redujo
significativamente el crecimiento radial de S.
cepivorum; en la evaluación in vitro, alcanzando un
porcentaje de inhibición del 37,9% a las 168 horas
de incubación. La interacción correspondió al grado
2 en la escala de Bell, en el que Trichoderma
colonizó dos terceras partes del medio y limitó el
crecimiento del patógeno.
Como proyección del estudio, se contempla efectuar
la caracterización molecular de la cepa nativa de
Trichoderma utilizando marcadores ITS, con el
propósito de corroborar su identidad genética a nivel
de especie y sustentar futuras investigaciones en
otras condiciones.
6. AGRADECIMIENTOS
Se agradece al Instituto Superior Tecnológico
Alfonso Herrera por facilitar sus instalaciones y el
apoyo brindado durante la ejecución de la presente
investigación.
7. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
[1] A. Leta and T. Selvaraj, “Evaluation of Arbuscular
Mycorrhizal Fungi and Trichoderma species for the
control of onion white rot (Sclerotium cepivorum
Berk),” J. Plant Pathol. Microbiol., vol. 4, no. 1, p.
159, 2013, https://https://doi:10.4172/2157-
7471.1000159.
[2] E. Marques et al., “New isolates of Trichoderma
antagonistic to Sclerotinia sclerotiorum,” Biota
Neotrop., vol. 16, no. 3, e20160218, 2016,
https://doi:10.1590/1676-0611-BN-2016-0218.
[3] C. Ríos-Velasco, J. M. Caro-Cisneros, D. I.
Berlanga-Reyes et al., “Identification and
antagonistic activity in vitro of Bacillus spp. and
Trichoderma isolates against common
phytopathogenic fungi,” Rev. Mex. Fitopatol., vol. 34,
no. 1, pp. 84–99, 2016,
https://https://doi:10.18781/R.MEX.FIT.1507-1.
[4] J. López-López et al., “Antagonismo de cepas de
Trichoderma spp. aisladas en Tanaxuri, Michoacán,
México contra patógenos del aguacate (Persea
americana Mill)”. Biotecnia, vol. 25, no. 1, pp. 24–33,
2023, https://doi:10.18633/biotecnia.v25i1.1726.
[5] C. Guigón-López et al., “Identificación molecular
de cepas nativas de Trichoderma spp., su tasa de
crecimiento in vitro y antagonismo contra hongos
fitopatógenos,” Rev. Mex. Fitopatol., vol. 28, no. 2,
pp. 87–96, 2010.
[6] R. F. Troian et al., “Mycoparasitism studies of
Trichoderma harzianum against Sclerotinia
sclerotiorum,” Biotechnol. Lett., vol. 36, pp. 2095–
2101, 2014, https://doi:10.1007/s10529-014-1583-5.
[7] M. T. Abdullah, N. Y. Ali, and P. Suleman,
“Biological control of Sclerotinia sclerotiorum (Lib.)
de Bary with Trichoderma harzianum and Bacillus
amyloliquefaciens,” Crop Prot., vol. 27, no. 10, pp.
1354–1359, 2008,
https://doi:10.1016/j.cropro.2008.05.007.
[8] D. Sabaté et al., “Biocontrol of Sclerotinia
sclerotiorum (Lib.) de Bary on common bean by
native lipopeptide-producer Bacillus strains,”
Microbiol. Res., vol. 211, pp. 21–30, 2018,
https://doi:10.1016/j.micres.2018.04.003.
[9] G. Sun et al., “Identification and biocontrol
potential of antagonistic bacteria strains against
Sclerotinia sclerotiorum and their growth-promoting
effects on Brassica napus,” Biol. Control, vol. 104,
pp. 35–43, 2017,
https://doi:10.1016/j.biocontrol.2016.10.008.
[10] R. H. Sammour, “Effective and cheap methods
to control Sclerotium cepivorum through using Clorox
or sulfur powder and/or calcium oxide,” Res. J.
Microbiol., vol. 6, no. 12, pp. 904–911, 2011,
https://doi:10.3923/jm.2011.904.911.
[11] F. D. Hernández-Castillo et al., “In vitro
antagonist action of Trichoderma strains against
Sclerotinia sclerotiorum and Sclerotium cepivorum,”
Am. J. Agric. Biol. Sci., vol. 6, no. 3, pp. 410–417,
2011, https://doi:10.3844/AJABSSP.2011.410.417.
[12] S. Hlaiem et al., “In vitro evaluation of
antagonistic potentiality of Trichoderma harzianum
against Diplodia spp. phytopathogenic fungi,” Egypt.
J. Biol. Pest Control, vol. 33, 2023,
https://doi:10.1186/s41938-023-00719-7.
[13] D. K. Bell, “In vitro antagonism of Trichoderma
species against six fungal plant pathogens,”
Phytopathology, vol. 72, no. 4, pp. 379–382, 1982,
https://doi:10.1094/Phyto-72-379.
Revista TECH Carlos Cisneros ISNN 2737-6036, Año 2025, Número V, páginas 10
10
[14] W. Ulloa et al., “Identificación y caracterización
molecular del hongo causante de la pudrición blanca
en Allium cepa en Costa Rica,” Rev. Tecnol. Marcha,
vol. 29, sup. 3, p. 516, 2016,
https://doi:10.18845/tm.v29i7.2705.
[15] V. Kumar et al., Trichoderma spp.: Identification
and characterization for pathogenic control and its
potential application, Apple Academic Press, 2019,
https://doi:10.1201/9781351247061-5.
[16] K. K. Sharma and U. S. Singh, “Cultural and
morphological characterization of rhizospheric
isolates of fungal antagonist Trichoderma,” J. Appl.
Nat. Sci., vol. 6, no. 2, pp. 451–456, 2014,
https://doi:10.31018/JANS.V6I2.481.
[17] M. E. López-López et al., “Isolation and
characterization of Trichoderma spp. for antagonistic
activity against avocado fruit pathogens,”
Horticulturae, vol. 8, no. 8, p. 714, 2022,
https://doi:10.3390/horticulturae8080714.
[18] J. S. Muljowati et al., “Exploration and
morphological characterization of Trichoderma spp.
from organic waste at TPST Rempoah-Baturraden,
Banyumas Regency,” E3S Web Conf., vol. 609, p.
01003, 2025,
https://doi:10.1051/e3sconf/202560901003.
[19] P. Vashisht et al., “Morpho cultural and
biochemical characterization of different isolates of
Trichoderma species isolated from rhizospheric soil
of cotton in Haryana,” preprint, Research Square,
2024, https://doi:10.21203/rs.3.rs-4353981/v1.
[20] B. Chethana and M. K. P. Kumar, “Rice stem rot
Sclerotium hydrophilum Sace isolated and
characterized in Southern Karnataka,” Oryza Int. J.
Rice, vol. 56, no. 2 pp. 242–245, 2019,
https://doi:10.35709/ORY.2019.56.2.10.
[21] C. Ordóñez-Valencia et al., “Morphological
development of sclerotia by Sclerotinia sclerotiorum:
a view from light and scanning electron microscopy,”
Ann. Microbiol., vol. 65, no. 2, pp. 765–770, 2015,
https://doi:10.1007/s13213-014-0916-x.
[22] L. Valdés-Santiago et al., “Application of two-
photon microscopy to study Sclerotium cepivorum
Berk. sclerotia isolated from naturally infested soil
and produced in vitro,” Curr. Microbiol., vol. 78, pp.
749–755, 2021, https://doi:10.1007/s00284-020-
02341-4.
[23] J.-H. Kwon, H.-K. Lee, and H.-D. Lee,
“Sclerotium rot of onion caused by Sclerotium rolfsii,”
Research in Plant Disease, vol. 17, no. 2, pp. 222–
224, 2011, https://doi:10.5423/RPD.2011.17.2.222
[24] F. Yin et al., “Sclerotinia rot of Zephyranthes
candida caused by Sclerotinia sclerotiorum and
Sclerotinia minor,” Front. Microbiol., vol. 15, 2024,
https://doi:10.3389/fmicb.2024.1414141.
[25] E. Zúñiga-Mendoza and L. F. Ceja-Torres, “In
vitro antagonism of Trichoderma harzianum on
Sclerotium cepivorum Berk. and S. rolfsii Sacc.
causal agents of onion rot,” Phyton-Int. J. Exp. Bot.,
vol. 86, no. 1, pp. 7–13, 2017,
https://doi:10.32604/PHYTON.2017.86.007.
[26] S. K. Kushwaha et al., “Eficacia de Trichoderma
contra Sclerotium rolfsii, causante de la
podredumbre del collar de la lenteja en condiciones
in vitro,” Rev. Cienc. Appl. Nat., vol. 10, no. 1, pp.
307–312, 2018.
[27] M. Basumatary et al., “Some in vitro
observations on the biological control of Sclerotium
rolfsii, a serious pathogen of various agricultural crop
plants,” J. Agric. Vet. Sci., vol. 8, no. 2, pp. 87–94,
2015.
[28] M. Garrido-Rondoy and N. Vilela-Severino,
“Capacidad antagónica de Trichoderma harzianum
frente a Rhizoctonia, Nakatea sigmoidea y
Sclerotium rolfsii y su efecto en cepas nativas de
Trichoderma aisladas de cultivos de arroz,” Sci.
Agropec., vol. 10, no. 2, pp. 199–206, 2019,
https://doi:10.17268/sci.agropec.2019.02.05.